2019, Vol. 39
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2. 福建师范大学地理科学学院, 福州 350116;
3. 湿润亚热带生态-地理过程教育部重点实验室, 福州 350007
2. School of Geographical Sciences, Fujian Normal University, Fuzhou 350116;
3. Key Laboratory of Humid Subtropical Eco-geographical Process, Ministry of Education, Fujian Normal University, Fuzhou 350007
河口潮汐沼泽湿地是地球上初级生产力最高的生态系统之一, 具有极高的固碳速率(0.0426×109t· a-1)(Chmura et al., 2003), 是全球“蓝碳”碳储量的重要组成部分(Mishra et al., 2003).对于河口潮汐沼泽湿地碳循环, 微生物介导的土壤有机碳矿化是其核心关键过程之一(Chambers et al., 2013).土壤微生物以及其他有机组织(如植物的根系和残留物以及土壤动物)会分泌一种具有特殊催化能力的蛋白质, 即胞外酶, 胞外酶可以介导大分子有机质底物的分解, 产生中间代谢物, 使得代谢产物易被微生物利用(Liliana et al., 2010).土壤胞外酶是土壤微生物从复杂的有机质底物中获得资源的重要保障(Allison et al., 2005).对土壤胞外酶活性的研究已成为目前河口潮汐沼泽湿地碳循环研究的热点问题之一.
土壤胞外酶的种类丰富多样, 包括氧化还原酶类、水解酶类、聚合酶类和转移酶类(张咏梅等, 2004).其中, β-葡萄糖苷酶(β-glucosidase, BG)、纤维素水解酶(Cellobiohydrolase, CBH)、酚氧化酶(Phenol Oxidase, PHO)和过氧化物酶(Peroxidase, PEO)被认为是与土壤有机碳矿化过程最相关的4种胞外酶(Neubauer et al., 2013).其中, β-葡萄糖苷酶(BG)主要功能是将土壤中的纤维二糖水解为葡萄糖(Sinsabaugh et al., 2009)；纤维素水解酶(CBH)是由真菌产生的外切葡聚糖酶, 作用于纤维素多糖链的末端, 可将植物残体中的纤维素最终分解为葡萄糖(Morrissey et al., 2014)；酚氧化酶(PHO)则主要在氧分子存在下, 从底物酚类物质中获得电子, 将多酚进行氧化降解成邻苯醌或对一苯醌(Fenner et al., 2005；Toberman et al., 2008)；过氧化物酶(PEO)通过H2O2等氧化剂来降解芳香族化合物, 与土壤腐质化过程紧密相关(Hofrichter, 2002).β-葡萄糖苷酶(BG)和纤维素水解酶(CBH)被认为是分解土壤中易分解有机碳碳库的重要成员, 而酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)被认为是分解复杂有机质的重要参与者, 对土壤碳库的长期稳定性具有重要意义(Toberman et al., 2008).
河口潮汐沼泽湿地位于河流和海洋交汇处的生态边缘区, 是受河口咸潮影响最直接的生态系统之一(Morris et al., 2016).盐度是影响河口潮汐沼泽湿地碳循环重要的环境因子之一(Megonigal et al., 2009; Kirwan et al., 2016).已有不少研究比较淡水潮汐沼泽湿地和盐沼潮汐沼泽湿地土壤有机碳矿化的差异.多篇Meta分析和综述的结果表明：当土壤盐度从0‰变化至15‰以上, 土壤有机碳矿化速率将显著降低(Poffenbarger et al., 2011; Herbert et al., 2015; Luo et al., 2017b).Doroski等(2019)认为造成高盐胁迫下河口淡水潮汐沼泽湿地土壤有机碳矿化速率降低的主要原因是土壤胞外酶活性受到抑制.然而, 在一系列原位施加盐水的实验中, 研究发现当土壤盐度增幅较小(< 5‰), 河口淡水潮汐沼泽湿地土壤有机碳矿化速率却表现出增强的趋势(Weston et al., 2006; Weston et al., 2011; Marton et al., 2012; Jun et al., 2013; Neubauer et al., 2013; Chambers et al., 2014; Van Dijk et al., 2015).当土壤盐度增幅较小时, 河口潮汐沼泽湿地土壤胞外酶活性的动态变化如何？目前尚未有相关的研究报道.
鉴于此, 本研究选取我国东南沿海闽江河口短叶茳芏(Cyperus malaccensis)潮汐沼泽湿地为研究对象, 调查从淡水(0.0±0.3‰)至半咸水(4.2‰±0.4‰)潮汐沼泽湿地的4个站点, 土壤胞外酶(BG、CBH、PHO、PEO)的活性、土壤容重和含水率、植物生物量以及相应的有机碳特征值(SOC、POXC、DOC和C:N比)的变化特征, 以明晰天然低盐度梯度下河口潮汐沼泽湿地土壤胞外酶活性的时空异质性, 为厘清低幅盐度增加对河口潮汐沼泽湿地土壤碳循环的作用机制提供科学依据.
2 材料与方法(Materials and methods) 2.1 实验区概况闽江河口潮汐沼泽湿地(25°50′56″~26°12′42″N, 119°16′30″~119°42′45″E)位于我国东南沿海亚热带海洋性季风气候区, 年均温为(19.7±1.3) ℃, 夏季最高温度为(34±1) ℃, 冬季最低温度达到(12±2) ℃, 春秋两季均温为13.8 ℃和23.5 ℃.年降水量约为1346 mm, 降雨主要集中在春季和初夏时期.潮汐类型为正规半日潮(Luo et al., 2017a).
从河口区中段至河口外段依次分布着塔礁洲、蝙蝠洲和鳝鱼滩等多片洲滩潮汐沼泽湿地(图 1), 其中塔礁洲和蝙蝠洲为淡水潮汐沼泽湿地；鳝鱼滩属于半咸水潮汐沼泽湿地.3处潮汐沼泽湿地均有短叶茳芏植被分布.短叶茳芏是多年生的莎草科植物, 是闽江河口最典型的土著种沼泽植物之一, 具有较大的盐度生态幅(0~12‰).为了减少植被和潮汐水文因素的干扰, 本实验于2017年1月、3月、7月、10月沿着闽江河口天然盐度梯度, 采集站点A(塔礁洲)、站点B(蝙蝠洲)、站点C和D(鳝鱼滩)短叶茳芏植被下0~10 cm的表层土壤(图 1).采样地点选择各站点的低潮滩, 淹水条件基本一致.4个采样点的土壤均为粉壤土(Silt loam), 粘粒10.3%~13.4%, 粉粒54.3%~58.7%, 砂粒28.4%~35.2%.
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| 图 1 闽江河口潮汐沼泽湿地天然盐度梯度采样点的分布图 Fig. 1 Location of the four study sites along the salinity gradient in the tidal marsh of the Min River Estuary |
于2017年1月、3月、7月、10月分别在站点A、B、C和D采集植物, 每个样地设置3个重复.用剪刀将样方(0.25 m × 0.25 m)内植物齐地剪下后测定地上生物量.短叶茳芏的地下生物量大部分集中在0~25 cm的深度范围内, 故将此深度的土柱在孔径为1 mm尼龙网上洗净待测.将植物样品置于105 ℃烘箱杀青30 min, 后于70 ℃烘干72 h后至恒重测定地上和地下生物量.
2.3 土壤和孔隙水利用土钻采集深度为0~10 cm土柱样, 将土样至于自封袋中, 挤掉袋中多余空气后密封, 放置在装有冰袋的泡沫保温箱中, 在1 h之内带回实验室.利用自制的孔隙水采样器(专利编号：201621472027.1)进行孔隙水样品采集, 用抽真空的西林瓶保存.其中, 用于DOC浓度分析的孔隙水样品中加入10 μL的6 mol·L-1的HCl；上述土壤和孔隙水样品均在4 ℃下冷藏保存, 并在7 d内完成室内实验分析.
土壤盐度利用美国Eutech Instruments公司SALT 6+盐度计测定.沉积物样品的密度用Percival和Lindsay(1997)的注射器法测定.含水量则用失重法在105℃烘干至恒重.测定土壤总有机碳(SOC)前, 先将土壤样品风干, 再用10%的HCl去除土壤中的碳酸盐.土壤总有机碳(SOC)采用德国Elementar vario MAX cube元素分析仪测定(精度：0.3%).溶解性有机碳(DOC)的浓度利用日本岛津TOC分析仪(TOC-V CPH)测定(检测限：4 μg·L-1).易氧化有机碳(Permanganate oxidizable carbon, POXC)含量的测量方法, 首先称取1 g过100目筛的干土样品于30 mL离心管中, 加入25 mL的333 mmol·L-1的K2MnO4溶液, 振荡1 h, 在2000 r·min-1的离心机下离心5 min, 将上清液用去离子水以1:250稀释, 然后在分光光度计565 nm下测定其吸光率, 最后通过K2MnO4的浓度变化计算出易氧化有机碳的含量, 每减少1 mmol·L-1的K2MnO4代表碳减少9 mg.
| 表 1 土壤胞外酶的缩写、EC和类型 Table 1 Abbreviations, EC, and types of soil extracellular enzyme |
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土壤胞外酶活性的测定参照Saiya-Cork(Saiya-Cork, 2002)的方法.用伞形酮(MUB)作为标示底物来测定4种土壤胞外酶活性.简要步骤如下：取3 g土壤置于125 mL浓度为50 mmol·L-1的醋酸盐缓冲液(pH 5.0)中用磁力搅拌器搅拌5 min使其均质化.用磁力搅拌器连续搅拌后移取200 μL悬浮液移入96孔微孔板(美国PerkinElmer公司).测定β-葡萄糖苷酶(BG)、纤维素水解酶(CBH)的微孔板置于黑暗中20 ℃避光下培养4 h, 后加入10 μL的1 mol·L-1 NaOH停止反应, 用配备365 nm激发光谱和450 nm荧光扫描滤片的Synergy H4多功能酶标仪测定荧光度, 用阴性对照和淬火标准液校正后, 胞外酶活性以每克每小时干物质产生底物的摩尔数(nmol·g-1·h-1)计算.测定酚氧化酶PHO和过氧化物酶PEO的微孔板置于黑暗中20 ℃孵育18 h, 用Synergy H4多功能酶标仪来测定其在450 nm处的吸光度, 用μmol·g-1·h-1为单位来表示酶活性.
2.4 数理统计分析图表及文字中的数据均以平均值(Mean)±标准差(Standard deviation)的形式表示.采用单方差分析(One-way ANOVA)检验不同站点和季节对土壤胞外酶活性、植物生物量、容重和含水率、以及有机碳特征值的影响.数据分析前均通过正态分布检验和方差齐次性检验.对于有显著性差异的结果(p < 0.05), 利用Tukey事后检验分析组间的差异性.相关分析采用Pearson(双尾)相关分析.以上数据分析显著性水平α=0.05, 以上数据分析均使用SPSS 22.0软件进行统计分析.
3 结果与分析(Results and analysis) 3.1 盐度、土壤容重与含水率和植物生物量如表 2所示, 沿着闽江河口天然盐度梯度, 从站点A~D土壤盐度逐渐增加(p < 0.05).季节变化对闽江河口潮汐沼泽湿地土壤盐度有显著性的影响(p < 0.001), 冬季土壤盐度要显著高于其他3个季节.不同站点和不同季节的土壤容重和含水率没有显著性的差异(p>0.05).淡水潮汐沼泽湿地站点A和B地上生物量(kg·m-2)高于半咸水潮汐沼泽湿地站点C和D(p < 0.05)；而站点C和D的地下生物量(kg·m-2)却高于站点A和B(p < 0.05).季节变化对闽江河口潮汐沼泽湿地地上和地下生物量均有显著的影响(p < 0.05).4个站点的地上和地下生物量的季节动态变化均表现为夏季较高, 冬季较低.
| 表 2 闽江河口潮汐沼泽湿地天然盐度梯度上盐度、土壤容重和含水率以及植物生物量 Table 2 Salinity, soil bulk density and water contents, and plant biomasses along the salinity gradient in the tidal marshes of the Min River Estuary |
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淡水潮汐沼泽湿地站点A和B的土壤SOC含量(%)和POXC含量(mg·g-1)均显著高于半咸水潮汐沼泽湿地站点C和D(p < 0.05), 见表 3.季节变化对POXC含量有显著影响(p < 0.05), 4个站点春季的POXC含量都显著高于其他3个季节(p < 0.05).在闽江河口天然盐度梯度上, 土壤C:N比的最小值出现在站点D(p < 0.05).季节变化对各站点的土壤SOC含量和C:N比没有显著影响(p>0.05).4个站点的孔隙水DOC浓度(mmol·L-1)没有显著变化(p>0.05).季节变化对孔隙水DOC浓度有显著的影响, 春季孔隙水DOC浓度显著高于其他3个季节(p < 0.05).
| 表 3 闽江河口潮汐沼泽湿地天然盐度梯度上各类有机碳特征值(SOC、POXC、C:N比和DOC)含量 Table 3 Soil organic carbon inventories (SOC, POXC, C:N ratios, and DOC) along the salinity gradient in the tidal marshes of the Min River Estuary |
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如图 2所示, 沿着闽江河口天然盐度梯度, β-葡萄糖苷酶(BG)和纤维素水解酶(CBH)活性(nmol·g-1·h-1)整体随着盐度的增加而增加, 在淡水站点A出现最小值, 而在站点D出现最大值(p < 0.05).季节对β-葡萄糖苷酶(BG)和纤维素水解酶(CBH)具有显著的影响(p < 0.01).总体而言, 春季β-葡萄糖苷酶(BG)活性较高, 而纤维素水解酶(CBH)活性在夏季达到最大值.冬季过氧化物酶(PEO)在4个站点之间并没有显著差异(p>0.05), 其余季节半咸水潮汐沼泽湿地站点C和D的酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)活性(μmol·g-1·h-1)均高于淡水潮汐沼泽湿地站点A和B(p < 0.05).酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)活性的季节动态变化规律比较复杂, 4个站点季节动态的最大值和最小值均不一致.
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| 图 2 闽江河口潮汐沼泽湿地天然盐度梯度上土壤胞外酶活性 Fig. 2 Soil extracellular enzyme activities at four study sites along the estuarine salinity gradient in the tidal marshes of the Min River Estuary |
4种土壤胞外酶(BG、CBH、PHO和PEO)活性均与土壤盐度呈显著正相关关系(r>0.475；p < 0.01；n=48), 见图 3.
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| 图 3 闽江河口潮汐沼泽湿地土壤胞外酶活性与盐度的相关分析 Fig. 3 Pearson correlation of soil extracellular enzymes activities against salinity in the tidal marshes of Min River Estuary |
酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)活性与土壤SOC含量呈负相关关系, 4种土壤胞外酶均与土壤C:N比呈现负相关关系, 与土壤POXC含量和孔隙水DOC浓度不相关(表 4).
| 表 4 闽江河口潮汐沼泽湿地4种土壤胞外酶活性与土壤有机碳特征值的相关关系 Table 4 Pearson correlation between soil extracellular enzyme activities, and inventories of organic carbon along the salinity gradient in the tidal marshes of Min River Estuary |
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盐度是影响河口潮汐沼泽湿地土壤胞外酶活性的环境胁迫因子之一.一方面, 盐度可通过离子胁迫及离子毒性使得酶蛋白质钝化和变性, 从而抑制胞外酶的活性(Fang et al., 2010)；另一方面, 盐度也通过影响沼泽植物的生长情况、土壤微生物的群落结构、以及土壤有机碳的矿化潜势间接影响土壤胞外酶的活性(Morrissey et al., 2015).在河口潮汐沼泽湿地, 盐度增加对土壤胞外酶活性的影响较为复杂.在美国路易斯安那州潮汐沼泽湿地, 当土壤盐度从0.3‰增加至35‰, β-葡萄糖苷酶(BG)的活性降低15%(Jackson et al., 2009).在印度孟加拉湾潮汐沼泽湿地中, 当土壤盐度由0‰变化至16‰, β-葡萄糖苷酶(BG)活性降低46%(Tripathi et al., 2007).但在美国弗吉尼亚州Chesapeake湾河口潮汐沼泽湿地, 研究发现当将土柱从盐度为 < 0.5‰的淡水潮汐沼泽湿地移至下游的半咸水潮汐沼泽湿地(4‰), 酚氧化酶(PHO)活性相对于淡水对照提高25%(Morrissey et al., 2015).在中国长江河口潮汐沼泽湿地土壤施加0‰、5‰、10‰、15‰、20‰、25‰一系列盐度的盐水后, 发现施加10‰以上的盐水, 纤维素水解酶(CBH)活性则开始降低, 而纤维素水解酶(CBH)活性在0‰~10‰盐水中随盐度增加而增加(Li et al., 2019).
闽江河口半咸水潮汐沼泽湿地的4种土壤胞外酶(BG、CBH、PHO和PEO)活性整体高于淡水潮汐沼泽湿地(图 2).当土壤盐度由0.3‰增加至4.2‰, 4种土壤胞外酶BG、CBH、PHO和PEO的增幅分别为201%、305%、493%和252%.4种土壤胞外酶活性均与盐度呈现显著的正相关关系(图 3), 以上研究结果表明在河口天然潮汐沼泽湿地, 当盐度增幅较小时, 与碳循环相关的土壤胞外酶活性具有增强的趋势.
沿着闽江河口潮汐沼泽湿地天然盐度梯度, 沼泽植物短叶茳芏的地下生物量增加157%, 而地上生物量减少43%.对于短叶茳芏此类盐度生态幅(0‰~12‰)较大的沼泽植物而言, 若土壤盐度增加范围在其耐受范围内, 并不会影响沼泽植物的存活率和分布(李伟等, 2018).但Neubauer等(2013)认为同种沼泽植物在盐度较高地区的会趋于将更多光合作用固定的碳由地上部分转移至地下部分.与该研究结果一致, 在本研究中随着土壤盐度的增加, 短叶茳芏的地上生物量与地下生物量的比值从淡水潮汐沼泽湿地的2.58变化至半咸水潮汐沼泽湿地的0.57.随着短叶茳芏地下生物量的增加, 根系分泌物和枯落物的输入也可能随之增加.根系分泌物中含有大量葡萄糖和有机酸, 易被β-葡萄糖苷酶(BG)分解(Ros et al., 2010).沼泽植物根系枯落物中含有大量纤维素和半纤维素(Yarwood, 2018), 会提高土壤纤维素水解酶(CBH)的活性(Sinsabaugh et al., 2008).因此, 在闽江河口天然盐度梯度上, 由于短叶茳芏地下生物量的增加, 使得有机底物输入增加, 从而刺激胞外酶β-葡萄糖苷酶(BG)和纤维素水解酶(CBH)的活性增强.由于近海站点土壤中硫酸盐含量增加, 土壤中硫酸盐还原的产物HS-也会相应增加(Hyun et al., 2007).HS-对沼泽植物具有毒害作用(Schoepfer et al., 2014), 为了抵抗逐渐增加的HS-离子毒性, 沼泽植物将增强植物根系泌氧以减少离子毒性对沼泽植物的影响(Armstrong et al., 2000).酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)与土壤中氧的含量密切相关(Rietz et al., 2003).本课题组在过去的研究中发现在半咸水潮汐沼泽湿地沼泽植物地下生物量增加, 根系泌氧活动也会随之增强(Luo et al., 2018), 因此, 氧化酶PHO和PEO的活性也随之增加.
在半咸水潮汐沼泽湿地, 微生物群落由于长期的进化, 早已由淡水微生物群落演替为耐盐的微生物群落(Bouvier et al., 2002).咸潮中富含终端电子受体SO42-(Hyun et al., 2007), 在半咸水潮汐沼泽湿地, 硫酸盐还原菌等耐盐微生物的丰度将极大程度地增加(Luo et al., 2017a).这些耐盐微生物为土壤胞外酶活性的增强提供保障.4种土壤胞外酶(BG、CBH、PHO和PEO)的活性均与土壤C:N比呈现显著的负相关关系(表 4), 这是由于当有机质底物C:N比较高时, 将限制微生物对氮的吸收, 影响微生物正常的新陈代谢速率(Jian et al., 2016).半咸水潮汐沼泽湿地土壤的C:N比低于淡水潮汐沼泽湿地(表 3), 这也是为什么半咸水潮汐沼泽湿地胞外酶活性高于淡水潮汐沼泽湿地的可能原因之一.
与4种土壤胞外酶活性不同, 有机碳特征值在天然盐度梯度上的变化比较复杂.孔隙水DOC浓度在4个站点并没有显著的差异性(表 3), 而半咸水潮汐沼泽湿地土壤POXC含量和SOC含量低于淡水潮汐沼泽湿地站点(表 3).孔隙水DOC浓度代表可溶解有机碳库, 包括碳水化合物、氨基酸、有机酸、氨基糖等(Sinsabaugh et al., 2008).孔隙水DOC主要来源于沼泽植物的枯落物的水解产物和根系分泌物(Mitsch et al., 2016), 是最易被土壤微生物直接利用的可溶性有机碳源(Sinsabaugh et al., 2008).β-葡萄糖苷酶(BG)的活性极大程度地影响孔隙水DOC浓度(杨万勤等, 2004).虽然, 半咸水潮汐沼泽湿地β-葡萄糖苷酶(BG)活性和短叶茳芏植物地下生物量高于淡水潮汐沼泽湿地, 但两者之间的孔隙水DOC浓度却没有显著变化.该结果说明沿着闽江河口天然盐度梯度, 孔隙水DOC的输入和输出一直达到平衡状态.土壤POXC代表的是土壤中易被微生物利用的SOC部分(TirolPadre et al., 2004).虽然, 纤维素较易被微生物利用(Sinsabaugh et al., 2008), 但是由于POXC的K2MnO4浸提法不能氧化纤维素, 故而土壤POXC中并不包含纤维素(Woomer et al., 1994).这也能解释为什么土壤POXC含量与纤维素水解酶(CBH)活性不相关(表 4).在闽江河口潮汐沼泽湿地, POXC含量仅占土壤SOC含量的~15%, 说明大部分的有机碳仍然为不易分解的有机碳, 如木质素和腐殖质等(Sinsabaugh et al., 2010).酚氧化酶(PHO)与过氧化物酶(PEO)和土壤SOC含量呈现负相关关系(表 4), 这是由于许多土壤微生物(尤其是真菌)可利用酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)降解土壤中的木质素和腐殖质等难分解的有机质(TirolPadre et al., 2004).酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)的活性增强可加速土壤有机物的矿化分解, 限制土壤有机碳的积累(胡嵩等, 2013).沿着河口天然盐度梯度, 土壤胞外酶活性增强而POXC和SOC含量均下降, 暗示着易分解有机碳与总有机碳在半咸水潮汐沼泽湿地的矿化速率要高于淡水潮汐沼泽湿地.
4.2 季节变化对土壤胞外酶和有机碳库的影响季节变化主要通过调节土壤水热条件来影响土壤胞外酶的活性(朱海强等, 2017).Garcia等(2000)在西班牙东南部研究发现, 温度较高的季节, 土壤胞外酶活性出现较大值, 适宜的温度使得微生物生长代谢增强, 分泌更多的土壤胞外酶.Bach和Hofmockel(2016)则认为β-葡萄糖苷酶(BG)和纤维素水解酶(CBH)活性增加, 主要是由于植物根系生长促进了含碳有机物的分泌.闽江河口潮汐沼泽湿地属亚热带海洋性季风气候, 夏季高温, 春秋两季气候温和, 冬季温度较低.春季沼泽植物的根系活动处于最活跃的状态, 根系有机物分泌强度和根系泌氧速率均在早春(3月)达到最大值(Luo et al., 2018).与该结论一致, 本研究中春季孔隙水DOC含量高于其他3个季节(表 3).沼泽植物根系分泌物将极大程度地促进β-葡萄糖苷酶(BG)的活性增强(Ros et al., 2010), 故而β-葡萄糖苷酶(BG)的活性也在春季出现最大值.夏季植物生物量和温度达到最高峰, 土壤中积累了一定的植物残体(Bonnett et al., 2006), 所以, 纤维素水解酶(CBH)的活性在夏季出现峰值.土壤含氧量影响酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)的活性(Rietz et al., 2003).春季虽然沼泽植物根系泌氧量较大, 但在夏秋两季, 由高温引起的土壤水分蒸发可能引起河口潮汐湿地土壤含氧量的增加(Mitsch et al., 2016).因此, 两种氧化酶PHO和PEO的季节变化没有明显的规律.
随着土壤的盐度增加, 4种土壤胞外酶活性均在半咸水潮汐沼泽湿地达到较大值.但不同季节, 4种土壤胞外酶沿着盐度梯度的增幅并不一致, 秋冬季土壤胞外酶活性的增幅(~204%)要低于春夏两季(~384%).这可能是由于在闽江河口地区, 秋冬季降雨减少导致上游径流相应减少.此时, 近海站点的盐度达到最大值(表 2), 这种低温高盐的环境背景提高了对土壤胞外酶活性的抑制.因此, 秋冬两季盐度梯度上土壤酶活性的增幅显著低于春夏两季.
4.3 河口潮汐沼泽湿地土壤碳矿化对未来盐水入侵的响应通过沿着河口潮汐沼泽湿地盐度梯度的调查, 我们可预测未来咸潮入侵可能会引起河口淡水潮汐沼泽湿地土壤碳循环带来的影响(图 4).在未来50年内, 受全球海平面上升影响, 绝大多数河口潮汐淡水潮汐沼泽湿地土壤盐度的增幅均小于5‰(Woodroffe et al., 2012; Morrissey et al., 2014; Franklin et al., 2017).与碳分解相关的胞外酶β-葡萄糖苷酶(BG)、纤维素水解酶(CBH)、酚氧化酶(PHO)和过氧化物酶(PEO)的活性会迅速增强, 从而加速该地区的土壤有机碳矿化潜势, 导致淡水潮汐沼泽湿地碳库大量损失, 并以含碳温室气体的形式释放到大气中加剧全球气候变暖.河口潮汐沼泽湿地土壤有机质积累量逐渐减少, 从而进一步加剧海平面上升对河口潮汐沼泽湿地生态系统的危害.
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| 图 4 未来低水平盐水入侵对河口潮汐沼泽湿地土壤酶活性与相关有机碳矿化的意向图 Fig. 4 Illustration of soil enzyme activities and soil organic carbon mineralization in tidal marsh wetlands respond to low-level saltwater intrusion in the future |
1) 沼泽植物将更多生物量从地上部分转移至地下部分, 使得半咸水潮汐沼泽湿地的地下生物量高于淡水潮汐沼泽湿地.站点之间土壤的容重和含水率以及孔隙水DOC浓度没有发现显著地改变.土壤易氧化有机碳POXC含量、总有机碳SOC含量以及C:N比则随着盐度的增加而逐渐减少.
2) 与高盐胁迫下河口淡水潮汐沼泽湿地土壤胞外酶的活性受到抑制不同, 本研究发现当土壤盐度增加幅度较小, 土壤胞外酶BG、CBH、PHO和PEO的活性与土壤盐度呈现正相关关系.随着土壤盐度的增加, 半咸水潮汐沼泽湿地的地下生物量增加, 根系分泌物输入和根系泌氧增强, 从而造成输入的有机碳底物含量升高可能是促进土壤胞外酶活性增强的主要原因.此外, 近海站点土壤C:N比较低也可能提高土壤胞外酶的活性.
3) 半咸水潮汐沼泽湿地土壤胞外酶活性高于淡水潮汐沼泽湿地, 但土壤SOC和POXC含量却低于淡水潮汐沼泽湿地, 暗示在半咸水潮汐沼泽湿地的有机碳矿化潜势要大于淡水潮汐沼泽湿地.
4) 季节变化对土壤胞外酶活性有显著影响, β-葡萄糖苷酶(BG)活性最大值出现在春季, 纤维素水解酶(CBH)活性最大值出现在夏季.不同季节, 盐度梯度上酶活性的变化幅度不一致, 秋冬两季土壤酶活性的增幅显著低于春夏两季.
Allison S D, Vitousek P M. 2005. Responses of extracellular enzymes to simple and complex nutrient inputs[J]. Soil Biology and Biochemistry, 37(5): 937–944.
DOI:10.1016/j.soilbio.2004.09.014
|
Armstrong W, Cousins D, Armstrong J, et al. 2000. Oxygen distribution in wetland plant roots and permeability barriers to gas-exchange with the rhizosphere: a microelectrode and modelling study with Phragmites australis[J]. Annals of Botany (London), 86(3): 700–703.
|
Bach E M, Hofmockel K S. 2016. A time for every season: Soil aggregate turnover stimulates decomposition and reduces carbon loss in grasslands managed for bioenergy[J]. GCB Bioenergy(8): 588–599.
|
Bonnett S A F, Ostle N, Freeman C. 2006. Seasonal variations in decomposition processes in a valley-bottom riparian peatland[J]. Science of the Total Environment, 370(2/3): 561–573.
|
Bouvier T C, del Giorgio P A. 2002. Compositional changes in free-living bacterial communities along a salinity gradient in two temperate estuaries[J]. Limnology and Oceanography, 47(2): 453–470.
DOI:10.4319/lo.2002.47.2.0453
|
Chambers L G, Osborne T Z, Reddy K R. 2013. Effect of salinity-altering pulsing events on soil organic carbon loss along an intertidal wetland gradient: a laboratory experiment[J]. Biogeochemistry, 115(1/3): 363–383.
|
Chambers L G, Davis S E, Troxler T, et al. 2014. Biogeochemical effects of simulated sea level rise on carbon loss in an Everglades mangrove peat soil[J]. Hydrobiologia, 726(1): 195–211.
DOI:10.1007/s10750-013-1764-6
|
Chmura G L, Anisfeld S C, Cahoon D R, et al. 2003. Global carbon sequestration in tidal, saline wetland soils[J]. Global Biogeochemical Cycles, 17(4): 1111.
|
Fang Z, Fang W, Liu J, et al. 2010. Cloning and characterization of a beta-glucosidase from marine microbial metagenome with excellent glucose tolerance[J]. Journal of Microbiology & Biotechnology, 20(9): 1351–1358.
|
Fenner N, Freeman C, Reynolds B. 2005. Observations of a seasonally shifting thermal optimum in peatland carbon-cycling processes; implications for the global carbon cycle and soil enzyme methodologies[J]. Soil Biology and Biochemistry, 37: 1814–1821.
DOI:10.1016/j.soilbio.2005.02.032
|
Franklin R B, Morrissey E M, Morina J C. 2017. Changes in abundance and community structure of nitrate-reducing bacteria along a salinity gradient in tidal wetlands[J]. Pedobiologia, 60: 21–26.
DOI:10.1016/j.pedobi.2016.12.002
|
Garcia C, Hernández T, Roldan A, et al. 2000. Organic amendment and mycorrhizal inoculation as a practice in afforestation of soils with Pinus halepensis Miller: Effect on their microbial activity[J]. Soil Biology and Biochemistry, 32: 1173–1181.
DOI:10.1016/S0038-0717(00)00033-X
|
Herbert E R, Boon P, Burgin A J, et al. 2015. A global perspective on wetland salinization: ecological consequences of a growing threat to freshwater wetlands[J]. Ecosphere, 6(10): 1–43.
|
Hofrichter M. 2002. Review: lignin conversion by manganese peroxidase (MnP)[J]. Enzyme and Microbial Technology, 30: 454–466.
DOI:10.1016/S0141-0229(01)00528-2
|
胡嵩, 张颖, 史荣久, 等. 2013. 长白山原始红松林次生演替过程中土壤微生物生物量和酶活性变化[J]. 应用生态学报, 2013, 24(2): 366–372.
|
Hyun J H, Smith A C, Kostka J E. 2007. Relative contributions of sulfate-and iron (Ⅲ) reduction to organic matter mineralization and process controls in contrasting habitats of the Georgia saltmarsh[J]. Applied Geochemistry, 22(12): 2637–2651.
DOI:10.1016/j.apgeochem.2007.06.005
|
Jackson C R, Vallaire S C. 2009. Effects of salinity and nutrients on microbial assemblages in Louisiana wetland sediments[J]. Wetlands, 29(1): 277–287.
DOI:10.1672/08-86.1
|
Jian S, Li J, Chen J, et al. 2016. Soil extracellular enzyme activities, soil carbon and nitrogen storage under nitrogen fertilization: A meta-analysis[J]. Soil Biology and Biochemistry, 101: 32–43.
DOI:10.1016/j.soilbio.2016.07.003
|
Jun M, Altor A E, Craft C B. 2013. Effects of increased salinity and inundation on inorganic nitrogen exchange and phosphorus sorption by tidal freshwater floodplain forest soils, Georgia (USA)[J]. Estuaries and Coasts, 36: 508–518.
DOI:10.1007/s12237-012-9499-6
|
Kirwan M L, Temmerman S, Skeehan E, et al. 2016. Overestimation of marsh vulnerability to sea level rise[J]. Nature Climate Change, 6: 253–260.
DOI:10.1038/nclimate2909
|
Liliana G, Maria A R. 2010. The influence of pesticides on soil enzymes[M]. In Soil Enzymology. Springer Berlin Heidelberg, 293-312
|
李伟, 袁琳, 张利权, 等. 2018. 海三棱藨草及互花米草对模拟盐胁迫的响应及其耐盐阈值[J]. 生态学杂志, 2018, 37(9): 2596–2602.
|
Li X, Gao D, Hou L, et al. 2019. Salinity stress changed the biogeochemical controls on CH4 and N2O emissions of estuarine and intertidal sediments[J]. Science of The Total Environment, 652: 593–601.
DOI:10.1016/j.scitotenv.2018.10.294
|
Luo M, Huang J, Tong C, et al. 2017a. Iron dynamics in a subtropical estuarine tidal marsh: effect of season and vegetation[J]. Marine Ecology Progress Series, 577(2017): 1–15.
|
Luo M, Huang J F, Zhu W F, et al. 2017b. Impacts of increasing salinity and inundation on rates and pathways of organic carbon mineralization in tidal wetlands: a review[J]. Hydrobiologia(111): 1–19.
|
Luo M, Liu Y, Huang J, et al. 2018. Rhizosphere processes induce changes in dissimilatory iron reduction in a tidal marsh soil: a rhizobox study[J]. Plant and Soil, 433(1/2): 83–100.
|
Marton J M, Herbert E R, Craft C B. 2012. Effects of salinity on denitrification and greenhouse gas production from laboratory-incubated tidal forest soils[J]. Wetlands, 32(2): 347–357.
DOI:10.1007/s13157-012-0270-3
|
Megonigal J P, Neubauer S C. 2009. Biogeochemistry of tidal freshwater wetlands[M]. In Coastal Wetlands. Elsevier. 641-683
|
Mishra S, Pattnaik P, Sethunathan N, et al. 2003. Anion-mediated salinity affecting methane production in a flooded alluvial soil[J]. Geomicrobiology Journal, 20(6): 579–586.
DOI:10.1080/713851167
|
Mitsch W J, Gosselink J G. 2016. Tidal marshes[M]. In wetlands, 5th edn. John Wiley & Sons, Inc, Hoboken.164-168
|
Morris J T, D C Barber, J C Callaway, et al. 2016. Contributions of organic and inorganic matter to sediment volume and accretion in tidal wetlands at steady state[J]. Earths Future, 4(4): 110–121.
DOI:10.1002/2015EF000334
|
Morrissey E M, Gillespie J L, Morina J C, et al. 2014. Salinity affects microbial activity and soil organic matter content in tidal wetlands[J]. Global Change Biology, 20: 1351–1362.
DOI:10.1111/gcb.12431
|
Morrissey E M, Franklin R B. 2015. Evolutionary history influences the salinity preference of bacterial taxa in wetland soils[J]. Frontiers in Microbiology, 6: 1013.
|
Neubauer S C, Franklin R B, Berrier D J. 2013. Saltwater intrusion into tidal freshwater marshes alters the biogeochemical processing of organic carbon[J]. Biogeosciences, 10(12): 8171–8183.
DOI:10.5194/bg-10-8171-2013
|
Poffenbarger H J, Needelman B A, Megonigal J P. 2011. Salinity influence on methane emissions from tidal marshes[J]. Wetlands, 31: 831–842.
DOI:10.1007/s13157-011-0197-0
|
Rietz D N, Haynes R J. 2003. Effects of irrigation-induced salinity and sodicity on soil microbial activity[J]. Soil Biology & Biochemistry, 35: 845–854.
|
Ros G H, Tschudy C, Chardon W J, et al. 2010. Speciation of water-extractable organic nutrients in grassland soils[J]. Soil Science, 175(1): 15–26.
DOI:10.1097/SS.0b013e3181c8ef3c
|
Saiya-Cork K R. 2002. Effects of long-term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil[J]. Soil Biology and Biochemistry, 34(9): 1309–1315.
DOI:10.1016/S0038-0717(02)00074-3
|
Schoepfer V A, Bernhardt E S, Burgin A J. 2014. Iron clad wetlands: Soil iron-sulfur buffering determines coastal wetland response to salt water incursion[J]. Journal of Geophysical Research: Biogeosciences, 119(12): 2209–2219.
DOI:10.1002/2014JG002739
|
Sinsabaugh R L, Hill B H, Shah J J F. 2009. Ecoenzymatic stoichiometry of microbial organic nutrient acquisition in soil and sediment[J]. Nature, 462(7274): 795.
DOI:10.1038/nature08632
|
Sinsabaugh R L, Lauber C L, Weintraub M N, et al. 2008. Stoichiometry of soil enzyme activity at global scale[J]. Ecology letters, 11: 1252–1264.
DOI:10.1111/j.1461-0248.2008.01245.x
|
TirolPadre A, Ladha J K. 2004. Assessing the reliability of permanganate-oxidizable carbon as an index of soil labile carbon[J]. Soil Science Society of America Journal, 68(3): 969–978.
DOI:10.2136/sssaj2004.9690
|
Toberman H, Evans C D, Freeman C, et al. 2008. Summer drought effects upon soil and litter extracellular phenol oxidase activity and soluble carbon release in an upland Calluna heathland[J]. Soil Biology and Biochemistry, 40: 1519–1532.
DOI:10.1016/j.soilbio.2008.01.004
|
Tripathi S, Chakraborty A, Chakrabarti K, et al. 2007. Enzyme activities and microbial biomass in coastal soils of India[J]. Soil Biology & Biochemistry, 39: 2840–2848.
|
Van Dijk G, A J P Smolders, R Loeb, et al. 2015. Salinization of coastal freshwater wetlands: effects of constant versus fluctuating salinity on sediment biogeochemistry[J]. Biogeochemistry, 126: 71–84.
DOI:10.1007/s10533-015-0140-1
|
Weston N B, Dixon R E, Joye S B. 2006. Ramifications of increased salinity in tidal freshwater sediments: Geochemistry and microbial pathways of organic matter mineralization[J]. Journal of Geophysical Research, 111(G1): G01009.
|
Weston N B, Vile M A, Velinsky N D J. 2011. Accelerated microbial organic matter mineralization following salt-water intrusion into tidal freshwater marsh soils[J]. Biogeochemistry, 102(1/3): 135–151.
|
Woomer P L, Martin A, Albrecht A, et al. 1994. The importance and management of soil organic matter in the tropics[M]. Biology management of tropical soils fertility. Chichester, UK: John Wiley and Sons, 47-79
|
Woodroffe C D, Murray-Wallace C V. 2012. Sea-level rise and coastal change: the past as a guide to the future[J]. Quaternary Science Reviews, 54: 4–11.
DOI:10.1016/j.quascirev.2012.05.009
|
Yarwood S A. 2018. The role of wetland microorganisms in plant-litter decomposition and soil organic matter formation: A critical review [J]. FEMS Microbiology Ecology, 94(11): fiy175
|
杨万勤, 王开运. 2004. 森林土壤酶的研究进展[J]. 林业科学, 2004, 40(2): 152–159.
DOI:10.3321/j.issn:1001-7488.2004.02.027 |
张咏梅, 周国逸, 吴宁. 2004. 土壤酶学的研究进展[J]. 热带亚热带植物学报, 2004, 12(1): 83–90.
DOI:10.3969/j.issn.1005-3395.2004.01.015 |
朱海强, 李艳红, 李发东. 2017. 艾比湖湿地典型植物群落土壤酶活性季节变化特征[J]. 应用生态学报, 2017, 28(4): 1145–1154.
|